Esterilización

Se denomina esterilización al proceso validado por medio del cual se obtiene un producto libre de microorganismos viables. El proceso de esterilización debe ser diseñado, validado y llevado a cabo de modo de asegurar que es capaz de eliminar la carga microbiana del producto o un desafío más resistente.
Dado que la esterilidad no puede demostrarse de manera absoluta sin causar la destrucción completa de todas las unidades del lote de producto terminado, se define la esterilidad en términos probabilísticos, en donde la probabilidad de que una unidad de producto esté contaminada es aceptablemente remota. Se considera que un producto crítico es estéril cuando la probabilidad de que un microorganismo esté presente en forma activa o latente es igual o menor de 1 en 1.000.000 (coeficiente de seguridad de esterilidad 10^-6).
Los agentes que matan microbios son denominados microbiocidas (cida= “matar”) o más comúnmente denominados “germicidas”. Si el agente específicamente destruye bacterias, es llamado bacteriocida; si mata hongos es denominado fungicida. Como sea después de exponer el objeto esterilizado al aire o a sus alrededores, éste otra vez se habrá contaminado con microorganismos.
Los métodos térmicos de esterilización son comúnmente los más utilizados para eliminar los microorganismos, incluyendo las formas más resistentes como lo son las endoesporas.


Calor Húmedo:

El calor húmedo produce desnaturalización y coagulación de proteínas. Estos efectos se debe principalmente a dos razones:
*El agua es una especie química muy reactiva y muchas estructuras biológicas son producidas por reacciones que eliminan agua.
*El vapor de agua posee un coeficiente de transferencia de calor mucho más elevado que el aire.


Autoclave

Se realiza la esterilización por el vapor de agua a presión. El modelo más usado es el de Chamberland.
Esteriliza a 120º a una atmósfera de presión (estas condiciones pueden variar)y se deja el material durante 20 a 30 minutos.


Equipo:


Consta de una caldera de cobre, sostenida por una camisa externa metálica, que en la parte inferior recibe calor por combustión de gas o por una resistencia eléctrica, esta se cierra en la parte superior por una tapa de bronce. Esta tapa posee tres orificios, uno para el manómetro, otro para el escape de vapor en forma de robinete y el tercero, para una válvula de seguridad que funciona por contrapeso o a resorte.


Funcionamiento:

Se coloca agua en la caldera, procurando que su nivel no alcance a los objetos que se disponen sobre una rejilla de metal. Se cierra asegurando la tapa, sin ajustar los bulones y se da calor, dejando abierta la válvula de escape hasta que todo el aire se desaloje y comience la salida de vapor en forma de chorro continuo y abundante.

Esterilización por acción discontinua del vapor de agua, se basa en el principio de TyndalÑ Las bacterias que resisten una sesión de calefacción, hecha en determinadas condiciones, pueden ser destruidas cuando la misma operación se repite con intervalos separados y en varias sesiones.
Se efectúa por medio del autoclave de Chamberland, dejando abierta la válvula de escape, o sea funcionando a la presión normal. Puede también realizarse a temperaturas más bajas, 56º u 80º ocúpara evitar la descomposición de las sustancias a esterilizar, por las temperaturas elevadas.


Ventajas del calor húmedo:

  • Rápido calentamiento y penetración
  • Destrucción de bacterias y esporas en corto tiempo
  • No deja residuos tóxicos
  • Hay un bajo deterioro del material expuesto
  • Económico
Desventajas:

  • No permite esterilizar soluciones que formen emulsiones con el agua
  • Es corrosivo sobre ciertos instrumentos metálicos

Material esterilizado en autoclave

Calor seco:

El calor seco produce desecación de la célula, es esto tóxicos por niveles elevados de electrolitos, fusión de membranas. Estos efectos se deben a la transferencia de calor desde los materiales a los microorganismos que están en contacto con éstos.
La acción destructiva del calor sobre proteínas y lipidos requiere mayor temperatura cuando el material está seco o la actividad de agua del medio es baja.


Estufas


Doble cámara, el aire caliente generado por una resistencia, circula por la cavidad principal y por el espacio entre ambas cámaras, a temperatura de 170º C para el instrumental metálico y a 140º C para el contenido de los tambores.
Se mantiene una temperatura estable mediante termostatos de metal, que al dilatarse por el calor, cortan el circuito eléctrico.


Ventajas del calor seco:

  • No es corrosivo para metales e instrumentos.
  • Permite la esterilización de sustancias en polvo y no acuosas, y de sustancias viscosas no volátiles.
Desventajas:

  • Requiere mayor tiempo de esterilización, respecto al calor húmedo, debido a la baja penetración del calor.
Material esterilizado en estufa

Tinción

Una tinción o coloración es una técnica auxiliar utilizada en microscopía para mejorar el contraste en la imagen vista al microscopio. Los colorantes y tinturas son sustancias que usualmente se utilizan en biología y medicina para resaltar estructuras en tejidos biológicos que van a ser observados con la ayuda de diferentes tipos de microscopios. Los diferentes colorantes pueden ser utilizados para aumentar la definición y examinar grandes cortes de tejido (resaltando por ejemplo fibras musculares o tejido conectivo), poblaciones celulares (por ejemplo clasificando diferentes células sanguíneas) o incluso para resaltar organelas dentro de células individuales.
En bioquímica, esto implica agregar un colorante específico (esto significa que se una de manera selectiva ya sea a ADN, proteínas, lípidos, carbohidratos, etc.) a un sustrato para cualificar o cuantificar la presencia de un determinado compuesto. Tanto la tinción como el marcado fluorescente pueden servir para los mismos propósitos.
Diferentes tipos de tinciones biológicas son utilizadas también para marcar células en citometría de flujo y para marcar proteínas ó ácidos nucleicos en electroforesis en gel.
Las tinciones no están limitadas a su uso en materiales biológicos, también pueden ser utilizadas para estudiar la morfología de otros materiales (por ejemplo, las estructuras lamelares de polímeros semicristalinos de las estructuras de dominio de bloques de copolímeros.

Tipos de tinción

Tipos de tincion

Tinción Simple: utiliza un solo colorante. 
La tinción simple se basa en la afinidad del colorante por los componentes celulares. La tinción puede ser uniforme o presentar algunos gránulos en su interior. Utiliza un solo colorante (violeta de genciana, azul demetileno, fuscina diluida).La tinción simple se utiliza para destacar el microorganismo completo para que se vean las formas y lasestructuras celulares básicas. En las tinciones simples se usa un único reactivo, que preferentemente es de tipo básico y contiene un cromógeno (compuesto que da color al tinte) con carga positiva, ya que la pared celular de las bacterias posee componentes con carga negativa que atraen y enlazan el cromógeno. Se utilizansolamente para incrementar el contraste; todas las células absorberán el colorante y quedarán teñidas delmismo color. Por tanto, la tinción simple mejora la observación de la célula completa. Se fija el espécimen, seañade el colorante y se deja el tiempo adecuado para que se absorba, se retira el exceso de colorante y la preparación ya está lista para ser observada. Si se utiliza un mordiente (sustancia química utilizada par intensificar la coloración), hay que añadirlo justo antes del colorante.
Las tinciones simples se realizan sobre preparaciones previamente secadas. Sobre un portaobjetos con unasuspensión de microorganismos previamente secada y fijada a la llama, se vierte una solución diluida de uncolorante y se mantiene durante uno o dos minutos; a continuación se lava varias veces con agua y se seca.Debido a que las células son muy pequeñas, este tipo de preparación suele observarse con aceite de inmersión en la lente objetivo.

https://www.youtube.com/watch?v=faZlvE8PN9s


Tinción de Gram:
Utiliza varios colorantes (cristal violeta 1m, Yodo 1m, lavado con alcohol, Safranina 30 seg)


También puede utilizarse a menudo un método que no tiñe igualmente todas las células, un proceso denominado tinción diferencial. La tinción de este tipo más extensamente utilizada es la tinción de Gram, denominada así por el bacteriólogo danés Hans Christian Gram, quien la desarrollo. Sobre la base de su reacción a la tinción de Gram, las bacterias pueden dividirse en dos grupos, grampositivas y gramnegativas. Debido a su importancia en taxonomía bacteriana y a que indica diferencias fundamentales de la pared celular de las distintas bacterias, describiremos aquí concierto detalle la tinción de Gram. Las células fijadas al calor sobre un portaobjetos se tiñen primero con una solución de cristal violeta (otros colorantes básicos no son tan efectivos) y son lavadas después para quitar el exceso de colorante. En este estado todas las células, tanto las gram negativas como las grampositivas, están teñidas de azul. El portaobjetos se cubre entonces con una solución de yodo (I2) – yoduro potásico (KI). El ingrediente activoes aquí el yodo, el yoduro potásico simplemente hace soluble el yodo en agua. El yodo entra en las células y forma un complejo insoluble en agua con el cristal violeta. De nuevo tanto las células grampositivas como las gramnegativas se encuentran en la misma situación. Se lleva a cabo después de la decoloración, usando bien alcohol o bien acetona, sustancias en las que es soluble el complejo yodo – cristal violeta. Algunos organismos (grampositivos) no se decoloran mientras que otros (gramnegativos) lo hacen. La diferencia esencial entre esos dos tipos de células está, por lo tanto, en la resistencia a la decoloración. Después de la decoloración las células grampositivas son todavía azules, pero las gramnegativas son incoloras. Para poner de manifiesto las células gramnegativas se utiliza una coloración de contraste. Habitualmente es un colorante de color rojo, como la safranina o la fucsina básica. Después de la coloración de contraste las células gramnegativas son rojas mientras que las grampositivas permanecen azules.




Algunas otras tinciones menos comunes son: 

Tinción Ácido Resistente:
Una vez teñidos, conservan su color resistiendo al lavado con ácido mineral reducido. En esta tinción las bacterias ácido resistentes conservan el colorante primario color rosa o rojo, los demás microorganismos son decolorados por el ácido y toman el color azul.
Tinción de Giensa:
El colorante se aplica a un frotis de sangre y se utiliza cuando se sospeche de protozoos en la sangre para observar materias núcleos de la células.
Tinción de Esporas:
Se usa verde de malaquita en contraste con safranina.
Tinción de Cápsula:
Colorante nigrosuna, aquí se observa microorganismos encapsulados creando resistencias.
Tinción de Flagelos:
Se usa mordiente el cual aumenta el tamaño del microorganismo.

Tipos de extendido



Se define como frote, frotis o extendido, a la preparación microscópica delgada y transparente, extendida entre dos cristales (porta o cubreobjetos), obtenida de un líquido orgánico espeso o tejido semilíquido o pastoso (sangre, aspirados, secreciones, exudados, etc.) El frote periférico se utiliza para el estudio de las características citológicas de las células de la sangre, lo cual permite valorar el funcionamiento general de la médula ósea a través de sus componentes celulares, lo cual implica la evaluación de las líneas eritrocíticas, leucocitaria y megacariocítica, determinando anormalidades en forma, tamaño, color e inclusiones citoplasmáticas, dando una medida cuantitativa y cualitativa de los elementos que lo conforman


Existen dos tipos de extendido

Temporales

  1. Se coloca la muestra en el portaobjetos
  2. Se expande con ayuda del asa
  3. Se colocan unas gotas de agua
  4. Se coloca encima el cubreobjetos
  5. Se observa
  6. Se lava y seca

Permanentes


  1. Se dibuja un circulo en el portaobjetos
  2. Se coloca la muestra dentro del circulo
  3. Se extiende con el asa
  4. Se le agregan gotas de agua
  5. Se coloca silicon alrededor del cubre objetos
  6. Se pega el cubreobjetos
  7. Se deja reposar
  8. Se observa al dia siguiente
  9. Se etiqueta y guarda

Microscopía



El microscopio (del griego μικρός micrós, ‘pequeño’, y σκοπέω scopéo, ‘mirar’) es un instrumento que permite observar objetos que son demasiado pequeños para ser vistos a simple vista. El tipo más común y el primero que se inventó es el microscopio óptico. Se trata de un instrumento óptico que contiene dos o más lentes que permiten obtener una imagen aumentada del objeto y que funciona por refracción. La ciencia que investiga los objetos pequeños utilizando este instrumento se llama microscopía. 
El microscopio fue inventado por Zacharias Janssen en 1590. En 1665 aparece en la obra de William Harvey sobre la circulación sanguínea al mirar al microscopio los capilares sanguíneos, y Robert Hooke publicó su obra Micrographia.
En 1665 Robert Hooke observó con un microscopio un delgado corte de corcho y notó que el material era poroso, en su conjunto, formaban cavidades poco profundas a modo de celditas a las que llamó células. Se trataba de la primera observación de células muertas. Unos años más tarde,Marcello Malpighi, anatomista y biólogo italiano, observo celulas vivas. 


Partes del microscopio 
Partes del microscopio


  • Ocular: Lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo.
  • Revolver: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos. 
  • Cabezal: contiene los sistemas de lentes oculares (monoculares o binoculares). 
  • Brazo: Es una pieza metálica de forma curvada que puede girar; sostiene por su extremo superior al Tubo Óptico y en el inferior lleva varias piezas importantes.
  • Platina: Lugar donde se deposita la preparación.
  • Objetivo: Lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta.
  • Pinzas de sujeción: Parte mecánica que sirve para sujetar la preparación. La mayoría de los microscopios modernos tienen las pinzas adosadas a un carro con dos tornillos, que permiten un avance longitudinal y  transversal de la preparación. 
  • Condensador: Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación. El condensador de la parte de abajo también se llama foco y es el que dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
  • Tornillos de enfoque: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.
  • Base: Sujeción de todo el microscopio.
  • Platina: Donde se coloca la muestra a observar.

Sistemas del microscopio

Mecánico

Estos elementos sostienen la parte óptica y de iluminación; además, permiten los desplazamientos necesarios para el enfoque del objeto.

  • Base 
  • Estativo
  • Tornillo macrométrico
  • Tornillo micrométrico
  • Platina
  • Tornillo de ajuste de la platina
  • Tornillo del tope
  • Pinzas de la platina
  • Tornillo de centrado del condensador
  • Condensador
  • Tornillo del condensador
  • Carro
  • Tornillo del carro
  • Revolver

Iluminación

Este sistema tiene como finalidad dirigir la luz natural o artificial de tal manera que ilumine la preparación u objeto que se va a observar en el microscopio de la manera adecuada. Comprende los siguientes elementos:

  • Condensador
  • Lente auxiliar
  • Lente frontal
  • Diafragma iris
  • Lampara
  • Diafragma de campo

Óptico
Es el encargado de reproducir y aumentar las imágenes mediante el conjunto de lentes que lo componen. Está formado por el ocular y los objetivos. El objetivo proyecta una imagen de la muestra que el ocular luego amplía.

  • Oculares
  • Objetivos
  • Tubo óptico

Objetivos del microscopio



Los objetivos están considerados los elementos más importantes en la formación de la imagen microscópica, ya que estos sistemas de lentes establecen la calidad de la imagen en cuanto a su nitidez y la capacidad que tiene para captar los detalles de la misma (poder de resolución). Están constituidos también por un juego de lentes, en este caso, convergente y divergente, para eliminar, en la medida de lo posible, una serie de aberraciones que afectarían la calidad de las imágenes formadas. Las lentes se disponen dentro de un soporte o camiseta de metal, en cuyo exterior están inscritas una serie de anotaciones numéricas que indican, el aumento propio del objetivo, la apertura numérica, el tipo de material con que están tallados las lentes (de fluorita o semiapocromáticos) o la calidad que tendrán las imágenes, al anularse en la construcción de los objetivos, algunas aberraciones de las lentes (acromáticos, apocromáticos, aplanáticos etc.) o si se debe usar alguna sustancia de inmersión.
  
Los dos tipos de objetivos son:


  • Los objetivos secos se utilizan sin necesidad de colocar sustancia alguna entre ellos y la preparación. En la cara externa llevan una serie de índices que indican el aumento que producen, la abertura numérica y otros datos. Así, por ejemplo, si un objetivo tiene estos datos: plan 40/0,65 y 160/0,17, significa que el objetivo es planacromático, su aumento 40 y su apertura numérica 0,65, calculada para una longitud de tubo de 160 mm. El número de objetivos varía con el tipo de microscopio y el uso a que se destina. Los aumentos de los objetivos secos más frecuentemente utilizados son: 4X, 10X, 20X, 40X y 60X.
  • El objetivo de inmersión está compuesto por un complicado sistema de lentes. Para observar a través de este objetivo es necesario colocar una gota de aceite de cedro entre el objetivo y la preparación, de manera que la lente frontal entre en contacto con el aceite de cedro. Generalmente, estos objetivos son de 100X y se distingue por uno o dos círculos o anillos de color negro que rodea su extremo inferior.

    El microscopio de nuestro laboratorio tiene los objetivos siguientes:


    • 4x identificado con el color rojo
    • 10x identificado con el color amarillo
    • 40x identificado con el color azul
    • 100x identificado con el color blanco

    Uso del microscopio



    1. Colocar el microscopio en una mesa que permita una cómoda observación a través del ocular.
    2. Limpiar el sistema óptico y el de iluminación.
    3. Subir el condensador hasta el tope y cerrar el diafragma iris, aproximadamente a la mitad.
    4. Seleccionar con el revolver el objetivo de menor aumento (10 X). Bajar la platina y colocar la preparación (fijarse que quede firmemente sujeta al carro, y que el cubreobjetos y el objeto estén situados hacia arriba) acomodando la porción de la preparación que se va examinar en la apertura.
    5. Mirando por los extremos subir la platina hasta el tope, si no hay tope acercar la platina lo más cerca posible a la lente objetiva, hasta apoyar lo levemente sobre la preparación. Normalmente los microscopios convencionales poseen un tope que impide su ascenso por arriba de cierta marca. Sin embargo, puede darse el caso que tal tope no exista. (este tope solo existe en la lente objetiva de 10X).
    6. Mirando por los oculares bajar la platina con el tornillo macrométrico, hasta que empiecen a distinguirse los detalles de la preparación.
    7. Afinar los detalles de la imagen moviendo el tornillo micrométrico.
    8. Ajustar la distancia interpupilar (distancia entre los ojos).
    9. Ajustar dioptrías (agudeza visual) en la porta ocular izquierda, o bien con el ocular enfocable izquierdo.
    10. Una vez conseguido el enfoque correcto, recorra toda la preparación, a fin de ir reconociendo imágenes que le sean familiares. recordar que el objetivo de 10X permite ver la visión panorámica del preparado. Es decir, los tejidos, su ubicación, y sus relaciones(función importante al inicio del estudio que ahorrará tiempo dedicado al análisis de la muestra).
    11. Cambiar a un objetivo de más aumento (sin bajar la platina con el tornillo macrométrico) y enfocar únicamente con el tornillo micrométrico.
    12. Para usar el objetivo de 100X, aleje la lente de la muestra, deposite una gota de aceite de inmersión en el portaobjetos (sin quitar la laminilla de la platina) en el punto de mayor concentración luminosa, acerque la lente de 100X lentamente hasta que esta se encuentre en contacto con el aceite (observar lateralmente éste movimiento). Observe por el ocular y mueva ligeramente el tornillo micrométrico hasta encontrar la imagen.
    13. Recordar que los objetivos de 40X y 100X, permiten ver detalles de una célula, o la conformación celular de una estructura. Se puede observar la forma y tamaño de células o grupo de ellas, aspecto que permite analizar la muestra de manera eficiente.

    14. Al finalizar su observación, apague la fuente de luz, colocar la lente de menor aumento. Aleje la platina del objetivo. Retire la laminilla y limpie las lentes objetivas y la platina.



    Aqui les comparto algunas actividades del tema





    Cromatografía de playera

    Material
    • Playera
    • Agua caliente
    • Colorantes de telas
    • Recipientes chicos
    • Un recipiente grande
    • Sal 
    • Bolsa de plastico
    • Jabon
    • Ligas

    Procedimiento


    1.  Tomar los recipientes chicos y colocarles agua caliente
    2. Agregar el o los colorantes en los recipientes con agua
    3. Tomar la playera y enrollarla con ligas
    4. Agregarle los colorantes a la playera
    5. Meter la playera en una bolsa de plastico
    6. Tomar 4 cucharaditas de sal y agregarselas a la playera
    7. Cerrar la bolsa y reposar 15 horas
    8. Abrir la bolsa
    9. Sacar la playera
    10. Quitarle las ligas
    11. En el recipiente grande poner agua con jabon
    12. Meter la playera en el recipiente y lavarla
    13. Enjuagar y secar

    Trastes con agua caliente

    Agua con los colorantes

    Playera con ligas

    Playera en una bolsa con sal

    Resultado

    Cromatografía

    La cromatografía es uno de los principales métodos para la separación de especies químicas estrechamente relacionadas en mezclas complejas. La cromatografía es un método físico de separación basado en la distribución de los componentes de una mezcla entre dos fases inmiscibles, una fija o estacionaria y otra móvil.
    En todas las separaciones cromatográficas la muestra se disuelve en una fase móvil, que puede ser un gas un líquido o un fluido supercrítico. Esta fase móvil se hace pasar a través de una fase estacionaria inmiscible, la cual se mantienen fija en una columna o sobre una superficie sólida. Las fases se eligen de tal forma que los componentes de la muestra se distribuyen de modo distinto entre la fase móvil y la fase estacionaria. Aquellos componentes que son retenidos con más fuerza por la fase estacionaria se mueven lentamente con el flujo; por el contrario los componentes que unen débilmente a la fase estacionaria, se mueven con rapidez. Como consecuencia de la distinta movilidad, los componentes de la muestra se separan en bandas discriminadas que pueden analizarse cualitativa y/o cuantitativamente.

    De capa fina


    La cromatografía de capa fina es un procedimiento que se utiliza para separar moléculas relativamente pequeñas. En la biología celular se utiliza frecuentemente para separar azúcares simples, lípidos, aminoácidos, nucleótidos, metabolitos, y ocacionalmente para separar cadenas cortas de polipéptidos y ácidos nucleicos. Al igual que otras cromatografías, consiste de una fase estacionaria y una fase móvil y el principio es el mismo: la sustancia de interés se adherirá a la fase estacionaria o se moverá con la fase móvil, viajando una distancia que es inversamente proporcional a la afinidad por la fase estacionaria.

    La fase estacionaria puede ser variada. Puede ser de papel, de celulosa o de un gel de silicato (vidrio molido bien fino) unido a una superficie sólida (una placa de vidrio, aluminio, plástico o papel). Esta superficie sólida puede ser rígida o flexible. El tipo de fase estacionaria que se utilice en un experimento dependerá del tipo de moléculas que se quieran separar. Incluso vienen algunas placas con indicadores fluorescentes. La fase estacionaria consiste de un solvente que puede ser agua, un solvente orgánico o una mezcla de ambos. 

    Material

    • Etanol
    • Hexano
    • Cloroformo
    • Acetona
    • Embudo
    • Mortero con pistilo
    • Pipeta pasteur
    • Papel filtro
    • Espinaca
    •  4 Vasos de precipitado

    Procedimiento


    1. En los vasos de precipitado se preparan disoluciones 2:2 de la siguiente manera. En el vaso 1 acetona y cloroformo, en el vaso 2 etanol y cloroformo, en el vaso 3 haxano y cloroformo y en el vaso 4 etanol y acetona.
    2.  Se estrujan unas hojas de espinaca con ayuda del mortero y el pistilo y se le agregan 4ml de hexano y 2ml de etanol
    3. Triturar vigorosamente
    4. Poner a reposar la fase organica
    5. Observar, agregar de uno a dos gramos de sal, agitar y volver a reposar
    6. Recortar 8 tiras de papel filtro
    7. Tomar la muestra con la pipeta pasteur
    8. Colocar una gota a una distancia aproximada de 1 cm de la orilla en cada una de las tiras
    9. Colocar cinta a las tiras
    10. Colocar dos tiras en cada vaso de precipitado
    11. Esperar, retirar las tiras y obtener el factor de particion.

    El factor de particion es igual a la distancia del compuesto entre la distancia del disolvente.
    El mejor disolvente es donde se muestra la mayor cantidad de colores en la cual la mezcla haya recorrido. 

    Muestras dentro de los vasos
    Resultado




    De columna

    En este tipo de cromatografía, la fase estacionaria utilizada, es decir, el absorbente, se coloca en el interior de una columna de vidrio, la cual finaliza con una llave para controlar el paso de sustancias al exterior de la columna. La fase estacionaria se impregna con el eluyente o fase móvil. Seguidamente la mezcla orgánica que nos interesa separar la depositamos por la parte superior de la fase estacionaria, y así la fase móvil podrá ir atravesando el sistema.
    Los compuestos que se encuentran disueltos en la fase móvil, poco a poco saldrán de la columna cromatográfica, y se recogen en fracciones. Las fracciones menos polares, que son por lo general las que se retienen poco o nada en el absorbente, serán las primeras en salir de la columna. En cambio, las sustancias más polares, quedan retenidas por más tiempo en el absorbente, y a menudo es necesario el uso de diferentes disolventes con la finalidad de incrementar su polaridad para que sean arrastradas por estos.

    Materiales

    • Jeringa
    • Espinaca
    • Algodon
    • Mortero con pistilo
    • Hexano
    • Silica gel
    • Vaso de precipitado
    • Pipeta pasteur
    • Etanol

    Procedimiento

    1. Colocar unas hojas de espinaca dentro del mortero y triturarlas
    2. Agregar 4ml de hexano y continuar triturando
    3. Quitarle la aguja a la jeringa
    4. Introducir un pedazo de algodon dentro de la jeringa
    5. Agregarle silica gel
    6. Succionar la muestra con la pipeta pasteur
    7. Colocar la fase organica en la jeringa
    8. Agragarle etanol y tapar con otro algodon
    9. Colocar la jeringa dentro del vaso de precipitado
    10. Dejar reposar y observar
    Espinaca triturada
    Resultado 

    Aqui les comparto algunas actividades interesantes del tema